华西口腔医学杂志第３４卷第２期２０１６年４月 ｈｔｔｐ：／／ｗｗｗ．ｈｘｋｑｙｘｚｚ．Ｗｅｓｔ Ｃｈｉｎａ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆＳｔｏｍａｔｏｌｏｇｙ Ｖｏ１．３４ Ｎｏ．２ Ａｐｒ．２０１６ ｎｅｔ ・１２５＂ Ｒｕｎｔ相关基因２修饰的骨髓间充质干细胞 促进兔下颌骨牵张成骨的研究 冯桂娟－郑科－宋冬惠－吴森斌－祝颂松ｚ胡静： １．南通大学附属医院口腔科，南通２２６００１； ２．口腔疾病研究国家重点实验室华西口腔医Ｓ－ｆｉ－颌与关节外科（四川大学），成都６１００４１ Ｉ摘要】 目的 探￣Ｒｕｎｔ相关基因２（Ｒｕｎｘ２）修饰的自体骨髓间充质干细胞（ＭＳＣｓ）促进兔下颌牵张成骨新骨形 成的可行性。方法 将４８只成年雄性新西兰大白兔随机分为３组：Ａ组为Ｒｕｎｘ２重组质粒组，Ｂ组为不含Ｒｕｎｘ２重组 质粒组，ｃ组为生理盐水对照组。建立兔下颌牵张成骨模型；于牵张的第５天，Ａ组兔牵张间隙内注射转染重组质粒 ａｄｖ—ｈＲｕｎｘ２－ｇｆＰ的自体骨髓ＭＳＣｓ；Ｂ组注射转染ａｄｖ－ｇｆｐ质粒的自体骨髓ＭＳＣｓ；Ｃ组注射同体积生理盐水。在牵张 结束后第８周处死所有动物，进行大体、影像学、组织学观察和三点弯曲测试。结果 ｃＴ平扫及组织学结果表明， Ａ组牵张间隙内新骨形成和骨痂密度均明显高于Ｂ、Ｃ组；双能ｘ线及三点弯曲测试表明，Ａ组牵张间隙内新生骨组 织密度、新生骨矿物质含量及最大载荷均高于Ｂ、ｃ组（Ｐ＜０．０１）。结论 基于ＭＳＣｓ的Ｒｕｎｘ２体外基因治疗可有效 地促进牵张成骨新骨形成，从而缩短固定期，为临床颅颌面骨缺损的重建提供一个极具价值的修复策略。 【关键词ｌ Ｒｕｎｔ￣关基因２； 间充质干细胞； 下颌骨； 牵张成骨 Ｉ中图分类号ｌ Ｒ ７８２．２ Ｉ文献标志码ｌ Ａ ｌｄｏｉｌ １０．７５１８／ｈｘｋｑ．２０１６．０２．００４ Ｍｅｓｅｎｅｈｙｍａｉ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｍｏｄｉｆｉｅｄ ｗｉｔｈ Ｒｕｎｔ－ｒｅｌａｔｅｄ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ ｆａｃｔｏｒ ２ ｐｒｏｍｏｔｅ ｂｏｎｅ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｉｎ ｒａｂｂｉｔ ｍａｎ－ ｄｉｂｕｌａｒ ｄｉｓｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｓｔｅｏｇｅｎｅｓｉｓ Ｆｅｎｇ ＧｕＵｕａｎ１．Ｚｈｅｎｇ Ｋｅｌ，ｓｏｎｇ Ｄｏｎｇｈｕｉｉ．Ｗｕ Ｓｅｎｂｉｎ１．Ｚｈｕ Ｓｏｎｇｓｏｎｇｅ，Ｈｕ Ｊｉｎｇｅ．《１． Ｄｅｐｔ．ｏｆＳｔｏｍａｔｏｌｏｇｙ，Ｔｈｅ ＡｆｉｆｌｉａｔｅｄＨｏｓｐｉｔａｌ ｆＮａｎｔｏｏｎｇ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ，Ｎａｎｔｏｎｇ ２２６００１，Ｃｈｉｎａ；２．Ｓｔａｔｅ Ｋｅｙ Ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ ｆ ｏＯｒａｌＤｉｓｅａｓｅｓ，Ｄｅｐｔ．ｏｆＯｒｔｈｏｇｎａｔｈｉｃ ａｎｄＴｅｍｐｏｒｏｍａｎｄｉｂｕｌａｒＪｏｉｎｔＳｕｒｇｅｒｙ，Ｗｅｓｔ ＣｈｉｎａＨｏｓｐｉｔａｌｏｆＳｔｏｍａｔｏｌｏｇｙ，Ｓｉｃｈｕａｎ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｙｔ，Ｃｈｅｎｇｄｕ ６１００４１，Ｃｈｉｎａ） Ｓｕｐｐｏｒｔｅｄｂｙ “ＴｏｐＳｉｘ Ｔｙｐｅｓ ｆＴａｌｏｅｎｔｓ”ＦｉｎａｎｃｉａｌＡｓｓｉｓｔａｎｃｅＪｉａｎｇｓｕＰｒｏｖｉｎｃｅ Ｇｒａｎｔ（２０１３一ＷＳＷ－０４８）．Ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｅｎｃｅ： Ｓｏｎｇ ＤｏｎｇｈｕＬ Ｅ－ｍａｉｌ：ｓｄｈ５２７＠１６３．ｃｏｒｎ． ［Ａｂｓｔｒａｃｔｌ Ｏｂｊｅｃｆｉｖｅ Ｔｈｉｓ ｗｏｒｋ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅｄ ｍｅｓｅｎｃｈｙｍａｌ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ（ＭＳＣｓ）ｍｏｄｉｉｆｅｄ ｗｉｔｈ Ｒｕｎｔ—ｒｅｌａｔｅｄ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ ｆａｃｔｏｒ ２（Ｒｕｎｘ２）ｔｈｅｒａｐｙ ｆｏｒ ｂｏｎｅ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｉｎ ｒａｂｂｉｔ ｍａｎｄｉｂｕｌａｒ ｄｉｓｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｓｔｅｏｇｅｎｅｓｉｓ．Ｍｅｔｈｏｄｓ Ｆｏｒｔｙ—ｅｉｇｈｔ Ｎｅｗ Ｚｅａｌａｎｄ ｍａｔｕｒｅ ｗｈｉｅ ｒａｂｂｉｔｔｓ ｗｅｒｅ ｒａｎｄｏｍｌｙ ｄｉｖｉｄｅｄ ｉｎｔｏ ｔｈｒｅｅ ｇｒｏｕｐｓ ａｆｔｅｒ ｔｈｅ ｒａｂｂｉｔ ｍｏｄｅｌ ｏｆ ｍａｎｄｉｂｕｌｒ ｄｉａｓｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｓｔｅｏ－ ｇｅｎｅｓｉｓ ｗａｓ ｅｓｔａｂｌｉｓｈｅｄ：ｒｅｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ｐｌａｓｍｉｄ ｍｏｄｉｉｆｅｄ ｗｉｔｈ Ｒｕｎｘ２（ｇｒｏｕｐ Ａ】，ｐｌａｓｍｉｄ ｗｉｔｈｏｕｔ Ｒｕｎｘ２（ｇｒｏｕｐ Ｂ），ａｎｄ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｄｏｓｅ ｏｆ ｓａｌｉｎｅ ａｓ ｃｏｎｔｒｏｌ（ｒｏｕｐ ｇＣ）．Ａｔ ｔｈｅ ｉｆｆｔｈ ｄａｙ ｏｆ ｄｉｓｒｔａｃｔｉｏｎ ｐｈａｓｅ，ＭＳＣｓ ｗｉｔｈ ｒｅｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ｐｌａｓｍｉｄ ｍｏｄｉｉｆｅｄ ｗｉｔｈ ａｄｖ－ｈＲｕｎｘ２一ｇｆＰ ｗｅｒｅ ｉｎｊｅｃｔｅｄ ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｄｉｓｒｔａｃｔｉｏｎ ｇａｐ ｏｆ ｒｏｕｐ ｇＡ．ＭＳＣｓ ｗｉｔｈ ｒｅｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ｐｌａｓｍｉｄ ｍｏｄｉｉｆｅｄ ｗｉｈ ｔａｄｖ－ｇｆＰ ｗａｓ ｉｎｊｅｃｔｅｄ ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｄｉｓｒｔａｃｔｉｏｎ ｇａｐ ｏｆｇｒｏｕｐ Ｂ．ｗｈｅｒｅａｓ ｒｏｕｇｐ Ｃ ｗａｓ ｉｎｊｃｏｔｄ ｅｗｉｔｈ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｄｏｓｅ ｏｆｓａｌｎｅ．Ａｔｉ ８ ｗｅｅｋｓ ａｆｔｅｒ ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ，ａｌｌ ｎｉａｍａｌｓ ｗｅｒｅ ｓａｃｒｉｉｆｃｅｄ，ａｎｄ ｈｅ ｔｄｉｓｔｒａｃｔｅｄ ｍａｎｄｉｂｌｅｓ ｗｅｒｅ ｈａｒｖｅｓｔｅｄ．Ｔｈｅ ｇｅｎｅｒａｌ ｉｍａｇｉｎｇ ｈｉｓｔｏｌｏ— ｇｉｃａｌ ｏｂｓｅｒｖａｔｉｏｎ ａｎｄ ｔｈｒｅｅ－ｐｏｉｎｔ ｂｅｎｄｉｎｇ ｔｅｓｔ ｗｅｒｅ ｕｓｅｄ ｆｏｒ ｅｖａｌｕａｔｉｏｎ．Ｒｅｓｕｌｔｓ ＣＴ ｐｌａｉｎ ｓｃａｎ ａｎｄ ｈｉｓｔｏｌｏｇｉｃａｌ ａｎａｌｙｓｉｓ ｃｏｎｆＬｒｍｅｄｔｈａｔｔｈｅａｍｏｕｎｔｏｆｎｅｗｂｏｎｅｆｏｒｍｉｎｇｉｎｔｈｅｄｉｓｔｒａｃｔｉｏｎｇａｐ ｏｆｇｒｏｕｐＡｗａｇ ｓｉｇｎｉｉｆｃａｎｔｌｙｈｉｈｅｒｔｇｈａｎｔｈｏｓｅｉｎｇｒｏｕｐｓ Ｂ ａｎｄ Ｃ．Ｄｕａｌ－ｅｎｅｒｇｙ Ｘ ｒａｙ ａｎｄ ｔｈｒｅｅ－ｐｏｉｎｔ ｂｅｎｄｉｎｇ ｔｅｓｔ ｒｅｓｕｌｔｓ ａｌｓｏ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｂｏｎｅ ｍｉｎｅｒａｌ ｄｅｎｓｉｔｙ，ｂｏｎｅ ｍｉｎｅｒａｌ ｃｏｎｔｅｎｔ，ａｎｄ ｍａｘｉｍｕｍ ｌｏａｄ ｏｆ ｔｈｅ ｄｉｓｔｒａｃｔｉｏｎ ｇａｐ ｏｆ ｇｒｏｕｐ 【收藕日期１ ２０１５—０６—１６；Ｉ修ｌ－＝ＩＥｌ期１ ２０１５—０９—１８ Ａ ｗｅｒｅ ｓｉｇｎｉｉｃａｆｎｔｌｙ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ ｔｈｏｓｅ ｏｆｇｒｏｕｐｓ Ｂ ａｎｄ Ｃ 【基金项目】江苏省“六大人才高峰”基金（２０１３．ＷＳＷ－０４８） 【作者简介Ｊ冯桂娟，住院医师，硕士，Ｅ－ｍａｉｌ：ｆｅｎｇｇｕｉｊｕａｎ２０１３＠１２６ ｔｏｍ ｆＰ＜０．０ １）．Ｃｏｎｃｌｕｓｉｏｎ Ｒｕｎｘ２一ｅｘ ｖｉｖｏ ｇｅｎｅ ｔｈｅｒａｐｙ ｂａｓｅｄ ｏｎ ＭＳＣｓ ｃａｎ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅｌｙ ｐｒｏｍｏｔｅ ｔｈｅ ｂｏｎｅ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｉｎ ｒａｂｂｉｔ ｍａｎｄｉｂｕｌｒ ｄｉｓｔａｒａｃｔｉｏｎ ｏｓｔｅｏｇｅｎｅｓｉｓ ａｎｄ ｓｈｏｒｔｅｎ ｔｈｅ ｌ通信作者】宋冬惠，副教授，博士，Ｅ－ａｉｍｌ：ｓｄｈ５２７’＠１６３．ｔｏｍ ・１２６・ 华西口腔医学杂志第３４卷第２期２０１６年４月 Ｗｅｓｔ Ｃｈｉｎａ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆＳｔｏｍａｔｏｌｏｇｙ Ｖｏ１．３４ Ｎｏ．２ Ａｐｒ．２０１６ ｈｔｔｐ：／／ｗｗｗ．ｈｘｋｑｙｘｚｚ．ｎｅｔ ｓｔａｔｉｏｎａｒｙ ｐｈａｓｅ．Ｔｈｅｒｅｆｏｒｅ，ｒｅｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｃｒａｎｉｏｆａｃｉａｌ ｆｒａｃｔｕｒｅ ｗｏｕｌｄ ｂｅ ａ ｖａｌｕａｂｌｅ ｓｔｒａｔｅｇｙ． ＩＫｅｙ ｗｏｒｄｓｌ Ｒｕｎｔ—ｒｅｌａｔｅｄ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ ｆａｃｔｏｒ ２；ｍｅｓｅｎｃｈｙｍａｌ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ；ｍａｎｄｉｂｕｌａｒ；ｄｉｓｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｓｔｅｏｇｅｎｅｓｉｓ 内源性骨组织工程的牵张成骨最初在矫正肢体 长度差异的矫形手术中得到广泛应用，随后被用于 治疗颅面短小症和颌骨缺损。牵张成骨术是利用骨 的自身愈合来增加新骨的一种方法。该技术通过牵 张装置，使骨切开处的骨组织受到缓慢而稳定的牵 引和张力，从而达到增长或伸直骨骼的目的。与传 统骨移植方法相比，牵张成骨能够避免植骨区骨吸 收以及供骨区功能障碍等一系列并发症，且这种技 术能够实现周围软组织的三维空问生长并行延长。 疗程长以及可能的纤维性愈合或不愈合是阻碍牵张 成骨广泛应用于临床的主要因素［１］。Ｒｕｎｔ￣Ｈ关基因２ （Ｒｕｎｔ．ｒｅｌａｔｅｄ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ ｆａｃｔｏｒ ２，Ｒｕｎｘ２）编码的 核蛋白在成骨细胞分化和骨形成过程中起重要作用， 并参与骨骼基因的表达和调控。研究ｌ２Ｊ表明，Ｒｕｎｘ２ 在体内可以有效诱导成骨细胞的增殖分化和促进新 骨生成的质量和数量。因此，促进Ｒｕｎｘ２的表达可 能是一个有效促进骨形成的治疗途径。骨髓问充质 干细胞（ｍｅｓｅｎｃｈｙｍａｌ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ，ＭＳＣｓ）能在体外 分化为成骨细胞和软骨细胞，在体内促进骨形成， 已成为骨组织工程的主要细胞来源【３ｊ。本研究拟采 用Ｒｕｎｘ２基因修饰的ＭＳＣｓ来促进下颌骨牵张成骨过 程中的新骨生成，缩短治疗周期，从而为临床运用 Ｒｕｎｘ２体外基因治疗促进牵张成骨新骨形成的可行 性提供实验依据。 ｌ材料和方法 １．１材料 ４８只成年雄性新西兰白色家兔，体重２． ３．０ ｋｇ。 实验动物的喂养与使用遵守南通大学动物伦理委员 会的有关规定。４８枚单边纯钛钉、外固定牵张器由 本课题组与四川大学华西口腔医院共同设计和研制。 牵张器最大牵张距离为２０ ｍｍ，螺距１．０ ｍｍ，使用 长３５ ｍｍ、直径１．８ ｍｍ的纯钛螺钉穿皮质骨固定。 ＣＴ机（儿ＣＴ－８０型，ＳｃａｎｃｏＭｅｄｉｃａｌＡＧ公司，瑞士）； 双能ｘ线（ｄｕａｌ ｅｎｅｒｇｙ Ｘ ｒａｙ，ＤＸＡ）骨密度检测仪 （ＦＲ２１６Ⅲ１４３８型，ＤＭＳ公司，法国，由四川大学 华西医院提供）；ＩＮＳＴＲＯＮ ５５６５型生物力学测试系 统（Ｉｎｓｔｒｏｎ公司，美国，由四川大学口腔疾病研究 国家重点实验室提供）；重组腺病毒（由北京本元 正阳基因技术股份有限公司构建）；兔Ｒｕｎｘ２抗体 （上海博研生物工程研究中心）；兔Ｒｕ似２引物（上 海斯信生物科技有限公司，正向引物５’一ＧＧＡＡＴＧ— ＣＣＴＣＴＧＣＴＧＴＴＡＴＧ．３’；反向引物５’．ＧＧＡＴＴＴＧＴ— ＧＡＡＧＡＣＧＧＴＴＡＴＧＧ．３’）。 １．２ ＭＳＣｓ分离、培养与基因转染 采用密度梯度离心法从兔胫骨中分离出骨髓 ＭＳＣｓ进行培养，取第３代的ＭＳＣｓ用于体外基因转 染和体内基因移植。构建携带有人Ｒｕｎｘ２基因和绿 色荧光蛋白（ｇｒｅｅｎ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｔ ｐｒｏｔｅｉｎ，ＧＦＰ）复制 缺陷型Ｅ１－／Ｅ３ 腺病毒（ａｄｖ—ｈＲｕｎｘ２一ｇｆｐ），构建只含 有ＧＦＰ复制缺陷型Ｅｌ。／Ｅ３一腺病毒（ａｄｖ—ｇｆｐ）。当骨 髓ＭＳＣｓ生长至８０％融合时，分别转染ａｄｖ—ｈＲｕｎｘ２． ｇｆｐ和ａｄｖ—ｇｆｐ。转染后ＧＦＰ和Ｒｕｎｘ２的表达分别经荧 光显微镜和Ｗｅｓｔｅｍ ｂｌｏｔ及实时定量ＰＣＲ检测证实。 １．３制备兔下颌骨牵张成骨模型 所有的白兔均行右侧下颌骨牵张成骨。以自制 的纯钛口外牵张装置，截开下颌骨后固定。３ ｄ的延 迟期后以每天２ ｒｎｆｆｌ的速度逐渐牵张５ ｄ。将４８只兔子 随机分为３组，Ａ组为Ｒｕｎｘ２重组质粒组，Ｂ组为不含 Ｒｕｎｘ２重组质粒组，Ｃ组为生理盐水对照组。术后２周 内喂予软质饲料，并每日肌注青霉素预防感染。 １．４基因治疗 在牵张的第５天，Ａ组在牵张间隙内注射含有１× １ ０ 个ａｄｖ—ｈＲｕｎｘ２一ｇｆｐ转染的ＭＳＣｓ（重悬于０．１ ５ ｍＬ生 理盐水中），Ｂ组注射含有相同剂量的ａｄｖ—ｇｆｐ转染 的ＭＳＣｓ（重悬于０．１５ ｍＬ生理盐水中），Ｃ组仅注 射０．１５ ｍＬ生理盐水。 １．５标本获取及检测 在牵张结束后第８周动物均被处死，解剖并获取 牵张侧的下颌骨。 １．５．１大体观察观察实验动物的一般表现、伤口愈 合情况、下颌骨牵张区域新骨形成及新生骨与原宿 主骨交界情况。 １．５．２影像学观察各组动物分别行牵张成骨区ＣＴ 平扫、ＤＸＡ检测，并测量下颌骨牵张间隙内的骨密 度（ｂｏｎｅ ｍｉｎｅｒａｌ ｄｅｎｓｉｔｙ，ＢＭＤ）及骨矿物质含量 （ｂｏｎｅ ｍｉｎｅｒａｌ ｃｏｎｔｅｎｔ，ＢＭＣ），观察延长区新生 骨生长状况。 １．５－３三点弯曲测试每组随机选取８个标本，在生 物力学测试机上采用三点弯曲实验测定牵张区成骨 标本力学性能直到标本破坏，记录标本破坏时的最 大载荷。 １．５．４组织学观察取牵张间隙内新生骨样本，放置 在４％多聚甲醛溶液内固定２４ ｈ，ＥＤＴＡ脱钙４周，经 石蜡包埋后切取组织学切片并行苏木精一伊红（ｈｅｍａ— 华西口腔医学杂志・１２８・ 第３４卷第２期２０１６年４月 ＷｅｓｔＣｈｉｎａ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆＳｔｏｍａｔｏｌｏｇｙ Ｖｏ１．３４ Ｎｏ．２ Ａｐｒ．２０１６ ｈｔｔｐ：／／ｗｗｗ．ｈｘｋｑｙｘｚｚ．ｎｅｔ 颌牵张成骨过程中，５～７ ｄ的延迟期和０．９－１．０ ｍｍ・ｄ。 的牵张频率被推荐为最佳牵张方法【４Ｊ。本实验采用 快速牵张（短延迟期３ ｄ和快速牵张率２ ｍｍ・ｄ。）以 模拟一个匮乏的成骨情况，在牵张结束后８周牵张 间隙内可见较差的或不成熟的骨再生［５］。牵张过程 中在适当的机械刺激下，原始问充质细胞聚集、定 型和增殖并分化为成骨细胞是牵张间隙新骨再生的 关键步骤【５＿。牵张间隙骨再生贫乏，要么是原始成 骨细胞聚集和增殖的问题，要么是原始成骨细胞的 分化问题。临床中尤其在原始细胞缺乏或外伤及放 疗后组织受损严重的患者中会出现这些问题［６－７１。因 此，在上述情况下需要更多的骨生成时，自体骨髓 ＭＳＣｓ￣ｂ充成骨细胞似乎是保证牵张区理想骨再生 的一个合理方法。Ｋｉｔｏｈ等【８．９１报道，在牵张成骨的 临床试验中骨髓ＭＳＣｓ的移植能缩短疗程加速新骨 形成以减少并发症的发生。本研究表明，与注射生 理盐水的兔相比，将自体骨髓ＭＳＣｓ注人下颌牵张 间隙可有更多的新骨形成，牵张间隙骨痂组织钙化 更快。局部移植骨髓ＭＳＣｓ￣将更多的循环干／祖细 胞向损伤区域聚集并有助于愈合ｆ】ｏ】。此外，ＭＳＣｓ 有保持成骨细胞表型谱系和分化成活跃成骨细胞的 潜能，可能会直接分化为成骨细胞。ＭＳＣｓ较容易 从骨髓中隔离和在体外培养。除了直接治疗的潜力 外，ＭＳＣｓ也被广泛用作基因转移的载体。 Ｒｕｎｘ２是一种可有效上调成骨细胞的基因表达并 促进成骨的骨转录因子１４—１１ １２］。研究【 。５】显示，Ｒｕｎｘ２ 的表达能促进骨膜的骨祖细胞增殖，并且促进ＭＳＣｓ 的成骨向分化，Ｒｕｎｘ２是膜内成骨和软骨内成骨过 程中所需的生长因子，在成骨细胞分化和骨形成过 程中扮演着重要的角色。局部应用Ｒｕｎｘ２基因疗法 可以促进新骨形成的质量［ ］。本研究通过影像学、 ＤＸＡ、组织学检查及生物力学测试表明，Ｒｕｎｘ２基 因治疗应用于下颌骨快速牵张成骨中可促进新骨生 成的骨诱导效应。Ｒｕｎｘ２基因传递到牵张间隙的时 间是本实验的关键点，固定早期阶段是成骨最活跃 的时期，在此时大量的骨源细胞和内源性生长因子 在牵张间隙内积聚［１７１。另一项研究【鸺］表明，在早期 阶段Ｒｕｎｘ２可促进成骨细胞增殖，但在后期会抑制 成骨细胞的分化和成熟从而导致骨质疏松。因此外 源Ｒｕｎｘ２基因传递到牵张间隙内的最佳时间应为牵 张期结束。 复制缺陷型重组腺病毒是最有效的基因转移载 体，并且被广泛应用于传递外来基因到细胞内１ 。ｎ。 缺陷型腺病毒载体具有高效转导效率和对宿主细胞 的低致病性。此外，这些载体无能力整合到宿主基 因组，从而保证了病毒的整组基因无法复制到宿主 细胞内。治疗基因的表达水平在传递后逐渐下降， 而骨诱导作用最终消失。这些特性规避了可能激活 致瘤基因和通过无限制的转基因表达引起的不利影 响［ｚ 。研究［２３－２４】表明，含有目的基因的腺病毒能被 直接送人再生点，但其可能诱导异位成骨的生长， 这尚需要进一步的评估。因此本研究选择使用注射 骨髓间充质干细胞为Ｒｕｎｘ２基因载体而不是直接的 基因传递，结果表明基因转染效率和基因治疗策略 是满意的。 通过细胞治疗和基因技术的手段，本研究在兔 下颌骨牵张成骨过程中应用了一种局部Ｒｕｎｘ２基因 促进骨再生的输送系统，这种方法可能是缩短牵张 疗程和简化整个牵张成骨过程的有效方法。该方法 为临床应用颅颌面骨缺损的重建尤其是对于那些成 骨潜能退化、骨质疏松症及接受放射治疗的患者提 供了一个极具价值的修复策略。 ｌ参考文献】 ［１］１ 胡静，戚孟春，韩立赤，等．ＢＭＰ．７基因促进大鼠下颌牵张 成骨的研究［Ｊ］．实用Ｅｌ腔医学杂志，２００６，２２（５）：６３５—６３８． Ｈｕ Ｊ，Ｑｉ ＭＣ，Ｈａｎ ＬＣ，ｅｔ ａ１．Ｂｏｎｅ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ａｃｃｅｌｅｒａｔｅｄ ｂｙ ｂｍｐ一７ ｇｅｎｅ ｉｎ ｒａｔ ｍａｎｄｉｂｕｌａｒ ｄｉｓｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｓｔｅｏｇｅｎｅｓｉｓ［Ｊ］． Ｊ Ｐｒａｃｔ Ｓｔｏｍａｔｏｌ，２００６，２２（５）：６３５－６３８． ［２］ Ｂｈａｔ ＢＭ，Ｒｏｂｉｎｓｏｎ ＪＡ，Ｃｏｌｅｂｕｍ ＶＥ，ｅｔ ａ１．Ｅｖｉｄｅｎｃｅ ｏｆ ｉｎ ｖｉｖｏ ｏｓｔｅｏｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｉｎ ａｄｕｌｔ ｒａｔ ｂｏｎｅ ｂｙ ａｄｅｎｏ—Ｒｕｎｘ２ ｉｎｔｒａ・ｆｅｍｏｒａｌ ｄｅｌｉｖｅｒｙ［Ｊ］．Ｊ Ｃｅｌｌ Ｂｉｏｃｈｅｍ，２００８，１０３（６）： １９１２．１９２４． ［３】 周诺，黄旋平，江献芳，等．骨形态发生蛋白．２基因修饰 骨髓间充质干细胞复合对氧化聚乙烯和聚丙烯共聚物 移植促进兔下颌骨牵张成骨的实验研究［Ｊ］．华西口腔医 学杂志，２０１３，３１（３）：２４７—２５２． Ｚｈｏｕ Ｎ，Ｈｕａｎｇ ＸＰ，Ｊｉａｎｇ ＸＦ，ｅｔ ａ１．Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｓｔｕｄｙ ０１１ ｒｔａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｂｏｎｅ ｍｏｒｐｈｏｇｅｎｅｆｉｃ ｐｒｏｔｅｉｎ・－２ ｇｅｎｅ ｔｒｎａｓ－－ ｆｅｃｔｅｄ ｂｏｎｅ ｍｅｓｅｎｃｈｙｍａｌ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｃｏｍｐｏｕｎｄｅｄ ｗｉｔｈ Ｐｌｕ— ｒｏｎｉｃ Ｆ－１２７ ｆｏｒ ｐｒｏｍｏｔｉｎｇ ｂｏｎｅ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｉｎ ｒａｂｂｉｔ ｍａｎ— ｄｉｂｕｌａｒ ｄｉｓｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｓｔｅｏｇｅｎｅｓｉｓ［Ｊ］．Ｗｅｓｔ Ｃｈｉｎａ Ｊ Ｓｔｏｍａｔｏｌ， ２０１３，３ １（３）：２４７—２５２． ［４］Ｔｅｅ ＢＣ，Ｓｕｎ Ｚ．Ｍａｎｄｉｂｕｌｒａ ｄｉｓｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｓｔｅｏｇｅｎｅｓｉｓ ａｓｓｉｓｔｅｄ ｂｙ ｃｅｌｌ—ｂａｓｅｄ ｔｉｓｓｕｅ ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ：ａ ｓｙｓｔｅｍａｔｉｃ ｒｅｖｉｅｗ［Ｊ］． Ｏｎｈｏｄ Ｃｒａｎｉｏｆａｃ Ｒｅｓ，２０１５，１８（Ｓｕｐｐｌ １）：３９—４９． ［５】 Ｊｉａｎｇ Ｘ，Ｚｏｕ Ｓ，Ｙｅ Ｂ，ｅｔ ａ１．ｂＦＧＦ—Ｍｏｄｉｉｆｅｄ ＢＭＭＳＣｓ ｅｎ－ ｈａｎｃｅ ｂｏｎｅ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｄｉｓｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｓｔｅｏｇｅｎｅｓｉｓ ｉｎ ｒａｂｂｉｔｓ［Ｊ］．Ｂｏｎｅ，２０１０，４６（４）：１ １５６－１ １６１． ［６］ Ｎｏｌｔｅ ＪＷ，Ｊａｎｓｍａ Ｊ，Ｂｅｃｋｉｎｇ ＡＧ．Ｄｉｓｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｓｔｅｏｇｅｎｅｓｉｓ ｏｆ ｍａｘｉｌｌａ ａｎｄ ｍｉｄｆａｃｅ ｉｎ ｐｏｓｔｒａｄｉｏｔｈｅｒａｐｙ ｐａｔｉｅｎｔｓ［Ｊ］．Ｊ 华西口腔医学杂志第３４卷第２期２０１６年４月 ｈｔｔｐ：／／ｗｗｗｈｘｋｑｙｘｚｚ．ｎｅｔ ＷｅｉｎａＪｏｕｆ ｏｆＳｔｏｍａｔｏｌｓｔ Ｃｈｏｇｙ Ｖｏ１．３４ Ｎｏ．２ Ａｐｒ．２０１６ ・１２９・ Ｏｒａｌ Ｍａｘｉｌｌｏｆａｃ Ｓｕｒｇ，２０１２，７０（５）：１ １４５—１ １５１． ［７］Ｄｅｓｈｐａｎｄｅ ＳＳ，Ｇａｌｌａｇｈｅｒ ＫＫ，Ｄｏｎｎｅｙｓ Ａ，ｅｔ ａ１．Ｓｔｅｍ ｃｅｌｌ ｔｈｅｒａｐｙ ｒｅｍｅｄｉａｔｅｓ ｒｅｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｃｒａｎｉｏｆａｃｉａｌ ｓｋｅ． １ｅｔｏｎ ａｆｔｅｒ ｒａｄｉａｔｉｏｎ ｔｈｅｒａｐｙ［Ｊ］．Ｓｔｅｍ Ｃｅｌｌｓ Ｄｅｖ，２０１３，２２ ｒｌ １）：１６２５－１６３２． ［８］ Ｋｉｔｏｈ Ｈ，Ｋｉｔａｋｏｊｉ Ｔ，Ｔｓｕｃｈｉｙａ Ｈ，ｅｔ ａ１．Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｍａｒｒｏｗ—ｄｅｒｉｖｅｄ ｍｅｓｅｎｃｈｙｍａｌ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ａｎｄ ｐｌａｔｅｌｅｔ—ｒｉｃｈ ｐｌａｓｍａ ｄｕｒｉｎｇ ｄｉｓｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｓｔｅｏｇｅｎｅｓｉｓ－－ａ ｐｒｅｌｉｍｉｎａｒｙ ｒｅｓｕｌｔ ｏｆｔｈｒｅｅ ｃａｓｅｓ［Ｊ］．Ｂｏｎｅ，２００４，３５（４）：８９２—８９８． 【９】 Ｋｉｔｏｈ Ｈ，Ｋｉｔａｋｏｊｉ Ｔ，Ｔｓｕｃｈｉｙａ Ｈ，ｅｔ ａ１．Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｕｌｔｕｒｅ ｅｘｐａｎｄｅｄ ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ ｃｅｌｌｓ ａｎｄ ｐｌａｔｅｌｅｔ ｒｉｃｈ ｐｌａｓｍａ ｉｎ ｄｉｓｒｔａｃｔｉｏｎ ｏｓｔｅｏｇｅｎｅｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅ ｌｏｎｇ ｂｏｎｅｓ［Ｊ］．Ｂｏｎｅ，２００７， ４０（２）：５２２—５２８． ［１０］Ｋｉｎｎａｉｒｄ Ｔ，Ｓｔａｂｉｌｅ Ｅ，Ｂｕｒｎｅｔｔ ＭＳ，ｅｔ ａ１．Ｌｏｃａｌ ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｏｆ ｍａｌＴＯＷ—ｄｅｒｉｖｅｄ ｓｔｒｏｍａｌ ｃｅｌｌｓ ａｕｇｍｅｎｔｓ ｃｏｌｌａｔｅｒａｌ ｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ｔｈｒｏｕｇｈ ｐａｒａｃｒｉｎｅ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ．［Ｊ］．Ｃｉｒｃｕｌａｔｉｏｎ，２００４，１０９ （１２）：１５４３—１５４９． ［１１］Ｓｕｎ ＪＪ，Ｚｈｅｎｇ ＸＨ，Ｗａｎｇ ＬＹ，ｅｔ ａ１．Ｎｅｗ ｂｏｎｅ ｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｅｎｈａｎｃｅｄ ｂｙ ＡＤＳＣｓ ｏｖｅｒｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｈＲｕｎｘ２ ｄｕｒｉｎｇ ｍａｎ— ｄｉｂｕｌａｒ ｄｉｓｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｓｔｅｏｇｅｎｅｓｉｓ ｉｎ ｏｓｔｅｏｐｏｒｏｔｉｃ ｒａｂｂｉｔｓ［Ｊ］． Ｊ Ｏｎｈｏｐ Ｒｅｓ，２０１４，３２（５）：７０９—７２０． ［１２】王立媛，刘大勇，贾智．人脱落乳牙干细胞骨向分化相关 分子Ｒｕｎｘ２的动态表达［Ｊ］．中国组织工程研究，２０１４，１８ （１ ５）：２３４５－２３５０． Ｗａｎｇ ＬＹ，Ｌｉｕ ＤＹ，Ｊｉａ Ｚ．Ｄｙｎａｍｉｃ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ Ｒｕｎｘ２ ｇｅｎｅ ｐｒｏｆｉｌｅ ｄｕｒｉｎｇ ｏｓｔｅｏｇｅｎｅｓｉｓ ｉｎ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｆｒｏｍ ｈｕｍａｎ ｅｘｆｏｌｉａｔｅｄ ｄｅｃｉｄｕｏｕｓ ｔｅｅｔｈ［Ｊ］．Ｃｈｉｎ Ｊ Ｔｉｓｓｕｅ Ｅｎｇ Ｒｅｓ，２０１４， １８（１５）：２３４５－２３５０． ［１３】Ｓｔｅｉｎ ＧＳ，Ｌｉａｎ ＪＢ，Ｓｔｅｉｎ ＪＬ，ｅｔ ａ１．Ｔｅｍｐｏｒａｌ ａｎｄ ｓｐａｔｉａｌ ｐａｒａｍｅｔｅｒｓ ｏｆ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ：ｔａｒｇｅｔｉｎｇ ＲＵＮＸ ｆａｃｔｏｒｓ ａｎｄ ｔｈｅｉｒ ｃｏｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｔｏ ｓｕｂｎｕｃｌｅａｒ ｄｏｍａｉｎｓ ［Ｊ］．Ｃｏｎｎｅｃｔ Ｔｉｓｓｕｅ Ｒｅｓ，２００３，４４（Ｓｕｐｐｌ １）：１４９—１５３． ［１４］Ｃｈｅｎ ＣＧ，Ｔｈｕｉｌｌｉｅｒ Ｄ，Ｃｈｉｎ ＥＮ，ｅｔ ａ１．Ｃｈｏｎｄｒｏｃｙｔｅ—ｉｎｔｉｒｎｓｉｃ Ｓｍａｄ３ ｒｅｐｒｅｓｓｅｓ Ｒｕｎｘ２－ｉｎｄｕｃｉｂｌｅ ｍａｔｒｉｘ ｍｅｔａｌｌｏｐｒｏｔｅｉｎａｓｅ １ ３ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｔｏ ｍａｉｎｔａｉｎ ａｒｔｉｃｕｌａｒ ｃａ￣ｉｌａｇｅ ａｎｄ ｐｒｅｖｅｎｔ ｏｓｔｅｏａｒｔｈｒｉｔｉｓ［Ｊ］．Ａｒｔｈｒｉｔｉｓ Ｒｈｅｕｍ，２０１２，６４（１ｏ）：３２７８—３２８９． ［１ ５】马慧，赵红斌．Ｒｕｎｘ２蛋白与成骨细胞分化信号［Ｊ】．医学 ．综述，２００７。１ ３（２４）：１ ９５９—１ ９６２． Ｍａ Ｈ，Ｚｈａｏ ＨＢ．Ｒｕｎｘ２ ａｎｄ ｓｉｇｎａｌ ｔｒａｎｓｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｏｓｔｅｏ— ｂｌａｓｔ ｄｉｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｏｎ［Ｊ］．Ｍｅｄ Ｒｅｃａｐｉｔｕｌａｔｅ，２００７，１３（２４）：１９５９— １９６２． ［１６】 Ｚｈａｏ Ｚ，Ｗａｎｇ Ｚ，Ｇｅ Ｃ，ｅｔ ａ１．Ｈｅａｌｉｎｇ ｃｒａｎｉａｌ ｄｅｆｅｃｔｓ ｗｉｔｈ ＡｄＲｕｎｘ２一ｔｒａｎｓｄｕｃｅｄ ｍａｒｒｏｗ ｓｔｒｏｍａｌ ｃｅｌｌｓ［Ｊ］．Ｊ Ｄｅｎｔ Ｒｅｓ， ２００７，８６（１２）：１２０７—１２１ １． ［１７】 Ｋｉｍ ＩＳ，Ｓｏｎｇ ＹＭ，Ｈｗａｎｇ ＳＪ．Ｏｓｔｅｏｇｅｎｉｃ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ ｏｆｈｕｍａｎ ｍｅｓｅｎｃｈｙｍａｌ ｓｔｒｏｍａｌ ｃｅｌｌｓ ｔｏ ｓｔａｔｉｃ ｓｔｒｅｔｃｈ［Ｊ］．Ｊ Ｄｅｎｔ Ｒｅｓ， ２０１０，８９（１０）：ｌ １２９—１ １３４． ［１８】 Ｌｉｕ Ｗ，Ｔｏｙｏｓａｗａ Ｓ，Ｆｕｒｕｉｃｈｉ Ｔ，ｅｔ ａ１．Ｏｖｅｒｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ Ｃｂｆａ１ ｉｎ ｏｓｔｅｏｂｌａｓｔｓ ｉｎｈｉｂｉｔｓ ｏｓｔｅｏｂｌａｓｔ ｍａｔｕｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｃａｕｓｅｓ ｏｓｔｅｏｐｅｎｉａ ｗｉｔｈ ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｒｆａｃｔｕｒｅｓ［Ｊ］．Ｊ Ｃｅｌｌ Ｂｉｏｌ，２００ １，１ ５５ （１）：１５７—１６６． ［１９】 Ｌｉ Ｃ，Ｄｉｎｇ Ｊｉａｎｇ Ｌ，ｅｔ ａ１．Ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｏｆｍｅｓｅｎｃｈｙｍａｌ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｂｙ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ—ｍｅｄｉａｔｅｄ ｅｒｙｔｈｒｏｐｏｉｅｔｉｎ ｇｅｎｅ ｔｈｅｒａｐｙ ａｐｐｒｏａｃｈｅｓ ｆｏｒ ｂｏｎｅ ｄｅｆｅｃｔ［Ｊ］．Ｃｅｌｌ Ｂｉｏｃｈｅｍ Ｂｉｏｐｈｙｓ，２０１４， ７０（２）：１ ｌ９９—１２０４． 【２０】 Ｚｈａｏ Ｃ，Ｗｕ Ｎ，Ｄｅｎｇ Ｆ，ｅｔ ａ１．Ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ－ｍｅｄｉａｔｅｄ ｇｅｎｅ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｉｎ ｍｅｓｅｎｃｈｙｍａｌ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｃａｎ ｂｅ ｓｉｇｎｉｉｆｃａｎｔｌｙ ｅｎ— ｈａｎｃｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｃａｔｉｏｎｉｃ ｐｏｌｙｍｅｒ ｐｏｌｙｂｒｅｎｅ［Ｊ］．ＰＬｏＳ ＯＮＥ， ２０ １ ４，９（３）：ｅ９２９０８． ［２１］ ＳｕｎＭ，ＴａｎＷ，ＷａｎｇＫ ｅｔａ１．Ｅｆｆｅｃｔｓｏｆａｌｌｏｇｅｎｏｕｓｐｅｆｉｏｓｔｅａｌ－ ｄｅｒｉｖｅｄ ｃｅｌｌｓ ｔｒａｎｓｆｅｃｔｅｄ ｗｉｔｈ ａｄｅｎｏｖｉｒｕｓ．．ｍｅｄｉａｔｅｄ ＢＭＰ．．２ ｏｎ ｒｅｐａｉｒｉｎｇ ｄｅｆｅｃｔｓ ｏｆ ｔｈｅ ｍａｎｄｉｂｌｅ ｉｎ ｒａｂｂｉｔｓ［Ｊ］．Ｊ Ｏｒａｌ Ｍａｘｉｌｌｏｆａｃ Ｓｕｒｇ，２０１３，７ｌ（１０）：１７８９—１７９９． ［２２］ Ｋａｙ ＭＡ，Ｇｌｏｒｉｏｓｏ ＪＣ，Ｎａｌｄｉｎｉ Ｌ．Ｖｉｒａｌ ｖｅｃｔｏｒｓ ｆｏｒ ｇｅｎｅ ｔｈｅｒａｐｙ：ｔｈｅ ａｒｔ ｏｆ ｔｕｒｎｉｎｇ ｉｎｆｅｃｔｉｏｕｓ ａｇｅｎｔｓ ｉｎｔｏ ｖｅｈｉｃｌｅｓ ｏｆｔｈｅｒａｐｅｕｔｉｃｓ［Ｊ］．Ｎａｔ Ｍｅｄ，２００１，７（１）：３３－４０． ［２３］ Ｚｈａｎｇ Ｙ，Ｃｈｅｎｇ Ｎ，Ｍｉｒｏｎ Ｒ，ｅｔ ａ１．Ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｏｆ ＰＤＧＦ—Ｂ ａｎｄ ＢＭＰ一７ ｂｙ ｍｅｓｏｐｏｒｏｕｓ ｂｉｏｇｌａｓｓ／ｓｉｌｋ ｆｉｂｒｉｎ ｓｃａｆｆｏｌｄｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ｒｅｐａｉｒ ｏｆｏｓｔｅｏｐｏｒｏｔｉｃ ｄｅｆｅｃｔｓ［Ｊ］．Ｂｉｏｍａｔｅｒｉａｌｓ，２０１２， ３３（２８）：６６９８—６７０８． ［２４】 Ｓｈｅｙｎ Ｄ，Ｋａｌｌａｉ Ｉ，Ｔａｗａｃｋｏｌｉ Ｗ，ｅｔ ａ１．Ｇｅｎｅ－ｍｏｄｉｉｆｅｄ ａｄｕｌｔ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｅ ｖｅｒｔｅｂｒａｌ ｂｏｎｅ ｄｅｆｅｃｔ ｉｎ ａ ｒａｔ ｍｏｄｅｌ［Ｊ］． Ｍｏｌ Ｐｈａｒｍ，２０１ １，８（５）：１５９２—１６０１． （本文采编李彩）